Meningită - Manual De Laborator - Colectarea și Transportul Specimenelor

Versiunea pentru imprimantă Cdc-pdf [11 pagini]

Colectarea și transportul corespunzător de epruvete clinice sunt esențiale pentru izolarea, identificarea și caracterizarea agenților care provoacă meningită bacteriană. În mod optim, eșantioanele clinice trebuie obținute înainte de începerea terapiei antimicrobiene pentru a evita pierderea viabilității agenților etiologici. Cu toate acestea, tratamentul pacientului nu trebuie întârziat în așteptarea colectării de eșantioane sau a rezultatelor de la laborator și un specimen trebuie obținut în toate cazurile suspecte, deoarece agenții patogeni bacterieni pot fi încă detectați chiar și după începerea terapiei antimicrobiene. N. meningitidis, S. pneumoniae și H. influenzae sunt bacterii fastidioase și fragile. Sunt izolate mai fiabil dacă eșantioanele clinice sunt examinate cât mai curând posibil după recoltare. Lichidul cefalorahidian (LCR) trebuie prelucrat într-un laborator de microbiologie în termen de 1 oră de la colectare sau inoculat în mediu Trans-Izolat (TI) pentru transport la laborator dacă prelucrarea în decurs de o oră nu este posibilă. Exemplarele de sânge trebuie inoculate imediat într-o sticlă de cultură de sânge și transportate la un laborator de microbiologie cât mai curând posibil pentru incubarea peste noapte și creșterea bacteriilor.

1. Securitatea Biologică

   Este important să respectăm regulile corecte de biosecuritate, în timp ce manipulăm probe clinice potențial infecțioase, pentru a menține un mediu de lucru sigur pentru pacienți, lucrătorii din domeniul sănătății și laboratorii. Infecția poate fi transmisă de la pacient la personal și de la personal la pacient în timpul procedurilor descrise mai jos. În plus față de agenții care provoacă meningită bacteriană, pacientul ar putea avea și alți agenți bacterieni sau virali, fie în LCR de sânge, și ambele sunt un pericol mare și pot fi letale. De o importanță deosebită sunt virusurile care provoacă hepatită și sindromul de imunodeficiență dobândită. Pentru a reduce riscul de transmitere a acestor agenți, recomandările de mai jos trebuie respectate:

   • Purtați mănuși de latex sau nitril care sunt impermeabile la lichide și schimbați mănușile între fiecare pacient.
   • Eliminați seringile și ace într-un recipient de eliminare autoclavabilă rezistent la perforare. Nu încercați să reapucați, să forțați sau să manipulați niciun ac. Pentru fiecare pacient trebuie utilizată o seringă și un ac steril noi.

   • Pentru transport la un laborator de microbiologie, așezați eșantionul într-un recipient care poate fi sigilat în siguranță. Ștergeți bine sticlele cu CSF sau sânge la exterior cu un dezinfectant, cum ar fi un tampon de alcool de 70%.

     Nu folosiți povidone-iod pe septul de cauciuc al unei tuburi de TI sau a unei sticle de cultură de sânge

   • Îndepărtați mănușile și aruncați într-un recipient autoclavabil.
   • Spălați-vă mâinile cu apă și săpun antibacterian imediat după îndepărtarea mănușilor.
   • În cazul unei vătămări cu un ac sau a altei puncții sau a unei plăgi a pielii, spălați rana liberal cu apă și săpun. Încurajează sângerarea.
   • Raportați imediat supravegherii și oficialilor de sănătate adecvați o vătămare cu ac, orice altă puncție a pielii sau orice contaminare a mâinilor sau a corpului cu LCR, ca tratament profilactic al personalului care efectuează procedura.

2. Colectarea și transportul LCR

   Colectarea LCR este o procedură invazivă și trebuie efectuată doar de personal cu experiență în condiții aseptice. Dacă se suspectează meningită bacteriană, LCR este cel mai bun exemplar clinic utilizat pentru izolarea, identificarea și caracterizarea agenților etiologici. Agenții suspectați trebuie să includă N. meningitidis, S. pneumoniae și H. influenzae și alți agenți patogeni în unele cazuri.

   1. Pregătirea puncției lombare

      Dacă este posibil, trei tuburi (1 ml fiecare) de LCR trebuie colectate pentru microbiologie, chimie și citologie. Dacă este disponibil un singur tub de LCR, acesta trebuie administrat laboratorului de microbiologie. Deoarece prezența sângelui poate afecta culturile de LCR, dacă se colectează mai mult de un tub de LCR de la un pacient, primul tub colectat (care ar putea conține sânge contaminant din puncția lombară) nu trebuie să fie tubul trimis la laboratorul de microbiologie.

      Trusa pentru colectarea LCR trebuie să conțină (Figura 1):

      • Dezinfectant pentru piele: 70% alcool tampon și povidonă-iod

        Nu trebuie utilizat alcool cu concentrații mai mari de 70%, deoarece concentrațiile crescute duc la scăderea activității bactericide. Nu folosiți alcool cu glicerol adăugat la acesta

      • Mănuși sterile

        Asigurați-vă că verificați data de expirare

      • Tifon steril
      • Mască chirurgicală
      • Bandaj adeziv

      • Ac de perforare lombară

        • 22 gabarit / 89 mm pentru adulți
        • 23 gabarit / 64 mm pentru copii
      • Tuburi sterile cu șurub
      • Seringa si ac
      • Container de transport

      • Mediu TI (dacă LCR nu poate fi analizat imediat într-un laborator microbiologic)

        TI trebuie refrigerat la 4 ° C și adăugat la trusă imediat înainte de utilizare pe câmp

      • Ac de aerisire (numai dacă se utilizează TI)
      • Instrucțiuni pentru puncția lombară și utilizarea mediului TI

      • 

        Figura 1. Kit pentru colectarea lichidului cefalorahidian (LCR)

   2. Procedura de puncție lombară

      Urmați toate măsurile de precauție adecvate pentru biosecuritate (vezi Secțiunea I).

      1. Adunați toate materialele din setul de colectare CSF și un recipient autoclavabil rezistent la perforare pentru ace folosite.
      2. Purtați măști chirurgicale și mănuși din latex sau nitril sterile care sunt impermeabile la lichide și schimbați mănușile între fiecare pacient.
      3. Etichetați tuburile de colectare cu informații adecvate: numele pacientului, data și ora colectării eșantionului și numărul unic de identificare. Asigurați-vă că acest număr se potrivește cu atât în formularele de solicitare, cât și în raport.
      4. Asigurați-vă că pacientul este ținut nemișcat în timpul procedurii de puncție lombară, fie așezat în picioare, fie întins pe o parte, cu spatele arcuit în față, astfel încât capul aproape să atingă genunchii pentru a separa vertebrele lombare în timpul procedurii (figura 2).
      5. Dezinfectați pielea de-a lungul unei linii întinse între crestele celor două ilia cu 70% alcool și povidon-iod pentru a curăța suprafața și a elimina resturile și uleiurile. Se lasă să se usuce complet.

      6. Poziționați acul vertebral între cele 2 coloane vertebrale la nivelul L4-L5 și introduceți-le în piele cu tecul acului orientat în sus.

         Amplasarea exactă a acului este răsplătită de un flux de lichid, care în mod normal este clar și incolor

      7. Îndepărtați CSF (minimum 1 ml, 3-4 ml, dacă este posibil) și colectați în tuburile sterile cu șurub. Dacă este disponibil 3-4 ml CSF, utilizați 3 tuburi separate și puneți aproximativ 1 ml în fiecare tub.
      8. Îndepărtați acul și acoperiți locul de introducere cu un bandaj adeziv. Aruncați acul într-un recipient aruncabil rezistent la perforare, autoclavabil.
      9. Îndepărtați masca și mănușile și aruncați într-un recipient autoclavabil.
      10. Spălați-vă mâinile cu apă și săpun antibacterian imediat după îndepărtarea mănușilor.

      11. Transportați LCR la un laborator de microbiologie în termen de 1 oră pentru cultură și analiză.

          • Dacă acest lucru nu este posibil, inocați CSF în mediu TI (a se vedea secțiunea IC de mai jos).
          • Dacă TI nu este disponibil, incubați CSF la 35-37 ° C cu ~ 5% CO ₂ (vezi secțiunea ID de mai jos) și depozitați într-un loc aprobat dacă laboratorul este închis.
      12. În cazul unei vătămări cu un ac sau a altei puncții sau a unei plăgi a pielii, spălați rana liberal cu apă și săpun. Încurajează sângerarea.
      13. Raportați imediat supravegherii și oficialilor de sănătate adecvați o vătămare cu ac, orice altă puncție a pielii sau orice contaminare a mâinilor sau a corpului cu LCR, ca tratament profilactic al personalului care efectuează procedura.

      

      Figura 2. Colectarea lichidului cefalorahidian (LCR) prin puncție lombară

   3. Inoculare și transport mediu TI

      TI este un mediu bifazic care este util pentru cultura primară a meningococilor și a altor agenți etiologici ai meningitei bacteriene (S. pneumoniae și H. influenzae) din LCR (figura 3) (1). Poate fi utilizat ca mediu de creștere, precum și ca mediu de exploatare și de transport. Pregătirea mediilor TI este descrisă în anexă. Mediile TI trebuie păstrate la 4 ° C și încălzite la temperatura camerei (25 ° C) înainte de utilizare.

      1. Etichetați flaconul TI cu informații adecvate: numele pacientului, data și ora inoculării LCR și numărul unic de identificare. Asigurați-vă că acest număr se potrivește cu atât în formularele de solicitare, cât și în raport.

      2. Folosiți forcepsuri sterile pentru a trage capacul de aluminiu al unei sticle TI departe de dopul de cauciuc și dezinfecta dopul cu 70% alcool. Se lasă să se usuce.

         • Nu folosiți povidona-iod, deoarece poate fi transportat în mediu de acul care trece și ar inhiba creșterea bacteriilor.
         • Nu îndepărtați complet capacul din aluminiu.
      3. Folosiți o seringă sterilă și un ac pentru a inocula 0, 5-1, 0 ml CSF în mediul TI. CSF rămas trebuie păstrat în tubul de colectare. Nu trebuie refrigerat, ci trebuie menținut la temperatura camerei (20-25 ° C) înainte de colorarea Gram și alte teste. Aruncați acul într-un recipient aruncabil rezistent la perforare, autoclavabil.
      4. După inoculare, inversați flaconul TI de mai multe ori pentru a se amesteca.

      5. Dacă transportul către un laborator de referință este întârziat (a doua zi sau mai mult), introduceți un ac de aerisire (ac hipodermic cu bumbac steril) prin dopul de cauciuc al sticlei TI, care va încuraja creșterea și supraviețuirea bacteriilor.

         Asigurați-vă că acul de evacuare nu atinge bulionul

      6. Se incubează mediul TI inoculat la 35-37 ° C cu ~ 5% CO ₂ (sau într-un borcan de lumânări) peste noapte sau până când este posibil transportul. Dacă transportul întârzie mai mult timp de 4 zile, scoateți sticla de aerisit TI din incubator sau borcanul de lumânare și așezați la temperatura camerei până la expediere.
      7. Îndepărtați acul de evacuare și ștergeți dopul de cauciuc cu 70% alcool înainte de expediere. Este esențial să se evite contaminarea atunci când se prelevează sticlele pentru a obține probe aseptic.
      8. Dacă flaconul TI poate fi transportat la un laborator de referință în aceeași zi, nu vă descărcați flaconul până când ajunge în laboratorul primitor. La sosire, ventilați flaconul TI, incubați la 35-37 ° C cu ~ 5% CO ₂ (sau într-un borcan de lumânări) și observați zilnic turbiditatea în faza lichidă până la 7 zile.
         • Dacă se observă turbiditate, se cultivă imediat o placă de agar de sânge (BAP) și o placă de agar de ciocolată (CAP) imediat (vezi Capitolul 6: Cultura primară și ID-ul prezumtiv).
         • Dacă nu se observă turbiditate, cultura pe un BAP și un CAP în ziua 4 și ziua 7.
         • Dacă mediul TI pare contaminat, pot fi utilizate medii selective, cum ar fi Thayer-Martin modificat și agar de ciocolată cu bacitracină.

      

      Figura 3 este o imagine a unui flacon de mediu Trans-Isolate (TI).

   4. Transportarea de exemplare CSF fără suport TI

      Probele de LCR trebuie transportate la un laborator de microbiologie cât mai curând posibil. Eșantioanele pentru cultură nu trebuie refrigerate sau expuse la frig extrem, la căldură excesivă sau la lumina soarelui. Acestea trebuie transportate la temperaturi cuprinse între 20 ° C și 35 ° C. Pentru rezultate de cultură corespunzătoare, eșantioanele LCR trebuie să fie placate în decurs de o oră (figura 4). Consultați Capitolul 6: Cultura primară și ID-ul prezumtiv pentru instrucțiuni privind procesarea LCR-ului odată ce a ajuns în laborator.

      Dacă este prevăzută o întârziere de câteva ore la prelucrarea epruvetelor LCR și nu este disponibil mediu TI, incubarea epruvetelor (cu capac cu șurub slăbit) la 35-37 ° C cu ~ 5% CO ₂ (sau într-un borcan de lumânări) poate îmbunătățește supraviețuirea bacteriilor.

      

      Figura 4 este un algoritm care descrie modul de prelucrare a lichidului cefalorahidian (LCR) fără suportul TI … mai mare

3. Recoltarea și transportul epruvetelor de sânge

   Trebuie colectat sânge atunci când este contraindicată o apăsare a coloanei vertebrale, nu poate fi efectuată din motive tehnice sau când este suspectată bacteremia. Bacteremia poate apărea cu sau fără meningită.

   1. Sensibilitatea culturilor de sânge

      Mai multe variabile afectează sensibilitatea culturilor de sânge: numărul de colecții, volumul fiecărei colecții, măsurile întreprinse pentru inhibarea sau neutralizarea proprietăților bactericide ale sângelui și vârsta pacientului. Poate fi dificil să colecteze mai mult de 3 ml sânge de la un copil, dar 1-3 ml este considerat adecvat. Sângele colectat trebuie diluat în bulionul de cultură de sânge pentru a obține culturi de sânge. De obicei, se adaugă 1-2 ml de sânge de la un copil la 20 ml bulion de cultură a sângelui și 5-10 ml de sânge de la un adult se adaugă la 50 ml bulion de cultură de sânge. Este important să utilizați raporturi adecvate de sânge și bulion de cultură pentru o creștere optimă a bacteriilor. Recomandările producătorului de bulion de cultură trebuie respectate îndeaproape.

      Sângele trebuie cultivat în bulion de soia tripticază (TSB) sau bulion de infuzie cardiacă cerebrală (BHI) cu un supliment de creștere (cum ar fi IsoVitaleX sau Vitox) pentru a sprijini creșterea altor organisme fastidioase, cum ar fi H. influenzae. Neutralizarea proprietăților bactericide normale ale sângelui și a potențialilor agenți antimicrobieni se realizează prin adăugarea de inhibitori chimici, cum ar fi 0, 025% polianetolesulfonat de sodiu (medii de cultură) și prin diluarea sângelui. SPS, care are activitate anticoagulantă, antifagocitară, anticomplementară și antilozimatică, poate fi inhibitor creșterii bacteriene a speciilor Neisseria dacă este utilizat în concentrații mai mari. Prepararea mediilor de cultură a sângelui este descrisă în anexă.

   2. Pregătirea pentru venipunctură

      Materialele necesare pentru venipunctură sunt:

      • Dezinfectant pentru piele: 70% alcool tampon și povidonă-iod

        Nu trebuie utilizat alcool cu concentrații mai mari de 70%, deoarece concentrațiile crescute duc la scăderea activității bactericide. Nu folosiți alcool cu glicerol adăugat la acesta

      • Mănuși sterile

        Asigurați-vă că verificați data de expirare

      • Tifon steril
      • Bandaj adeziv
      • Minge de bumbac
      • bandaj de compresie
      • Seringă

      • Ac

        • Un ac de calibru 21 / 20-25 mm este utilizat în general pentru adulți
        • Un ac de calibru 23 / 20-25 mm este utilizat în general pentru copii
      • Recipient rezistent la perforare, autoclavabil
      • Transportor izolat termic (cum ar fi spuma de polistiren extrudat)
      • Sticlă de cultură de sânge

   3. Venipunctura și inocularea sticlelor de cultură de sânge

      Dacă este posibil, 1-3 ml de sânge ar trebui să fie colectate de la un copil, deși poate fi dificil să se colecteze mai mult de 1 ml și 5-10 ml de sânge ar trebui să fie colectate de la un adult. Sângele colectat trebuie diluat în bulionul de cultură de sânge pentru a obține culturi de sânge. Sângele nu poate fi transportat înainte de a fi introdus într-o sticlă de cultură de sânge, deoarece seringile nu conțin anticoagulant, iar sângele se va coagula în câteva minute. În figura 5 este prezentată o diagramă a metodei adecvate de colectare a sângelui din braț.

      Dacă utilizați metode alternative de colectare a sângelui, cum ar fi un tub de colectare a sângelui sau un tub de colectare a sângelui parțial evacuat, inoculați imediat eșantioane în flaconul de cultură a sângelui folosind un ac și o seringă după dezinfectarea părții superioare a sticlei cu 70% alcool.

      1. Adunați toate materialele necesare pentru venipunctură (enumerate mai sus).

         Notă: sticlele de cultură de sânge trebuie păstrate la 4 ° C atunci când nu sunt utilizate și preîncălzite la temperatura camerei (25 ° C) sau 37 ° C înainte de inoculare

      2. Etichetați flaconul de cultură de sânge cu informații adecvate: numele pacientului, data și ora inoculării sticlei de cultură de sânge și numărul unic de identificare. Asigurați-vă că acest număr se potrivește cu atât în formularele de solicitare, cât și în raport.

      3. Dezinfectați septul de cauciuc al sticlei de cultură de sânge cu un tampon de alcool de 70% și lăsați-l să se usuce.

         Nu folosiți povidone-iod pe septul de cauciuc, deoarece poate fi transportat în mediu de acul care trece, inhibând astfel creșterea bacteriilor

      4. Selectați un braț și aplicați un turniquet pentru a restricționa fluxul de sânge venos. Venele mari ale antebrațului sunt ilustrate în figura 5. Vina cea mai proeminentă este de obicei aleasă.
      5. Ștergeți pielea cu un tampon de alcool de 70% și apoi povidonă-iod. Se lasă să se usuce. Dacă vena este palpată din nou, schimbați mănușile și repetați dezinfectarea pielii.
      6. Introduceți acul în venă cu tecul acului cu fața în sus. După ce acul a intrat în venă, retrageți sângele trăgând înapoi pe butoiul seringii într-o manieră lentă și constantă. Aerul nu trebuie pompat în venă. După obținerea cantității dorite de sânge, eliberați turniquetul și așezați o bilă sau tifon steril de bumbac peste locul de introducere, ținând în același timp acul.
      7. Îndepărtați acul și lăsați-l pe pacient să țină bine bilă de bumbac sau tifon pe loc până când rana a încetat să sângereze. Acoperiți locul de inserție cu un bandaj adeziv.

      8. Inoculați imediat (în termen de 1 minut) sângele în mediul de cultură a sângelui pentru a preveni coagularea sângelui în seringă. Nu încercați să recapitați acul și să-l aruncați într-un recipient de eliminare autoclavabilă rezistent la perforare. Ștergeți suprafața flaconului de cultură de sânge cu un tampon de alcool de 70%.

         • În general, urmați instrucțiunile producătorului pentru a inocula dimensiunea specifică a flaconului de cultură de sânge cu volumul corect de sânge.
         • Pentru sângele de la copii mici, se adaugă 1-2 ml de sânge în 20 ml de bulion de cultură a sângelui (aproximativ o diluție de 1:10 la 1:20).
         • Pentru sânge de la adulți, adăugați 5-10 ml sânge în 50 ml bulion de cultură de sânge (aproximativ o diluție de 1: 5 până la 1:10).

      9. După inoculare, rotiți flaconul de mai multe ori pentru a amesteca și transporta imediat la un laborator de microbiologie (Vezi secțiunea III. D.)

         • Dacă transportul imediat la un laborator de microbiologie nu este posibil, introduceți flaconul de cultură de sânge inoculat într-un incubator la 35-37 ° C cu ~ 5% CO ₂ (sau într-un borcan de lumânări) până când este posibil transportul la un laborator de microbiologie.
         • Sticlele de cultură de sânge inoculate nu trebuie introduse în frigider.
      10. Îndepărtați mănușile și aruncați într-un recipient autoclavabil.
      11. Spălați-vă mâinile cu apă și săpun antibacterian imediat după îndepărtarea mănușilor.

   4. Transportarea sticlelor de cultură de sânge

      În mod ideal, sticlele de cultură de sânge inoculate trebuie transportate imediat la un laborator de microbiologie pentru incubare peste noapte la 35-37 ° C cu ~ 5% CO ₂ (sau într-un borcan de lumânări) și cultura ulterioară pe un BAP și CAP. Toate mediile de cultură sanguină inoculate trebuie protejate de temperaturile extreme (nu mai puțin de 18 ° C sau mai mult de 37 ° C) cu un purtător de transport și un izolator termic (cum ar fi spuma de polistiren extrudat).

      

      Figura 5 descrie cum se colectează sângele dintr-un braț prin aplicarea unui turniquet, selectarea unei vene și pregătirea locului de puncție propus.

Referințe

Ajello, GW, Feeley, JC, Hayes, PS, Reingold, AL, Bolan, G., Broome, CV, et al. Mediu de izolare trans: Un nou mediu pentru cultivarea primară și transportul Neisseria meningitidis, Streptococcus pneumoniae și Haemophilus influenzae. Journal of Clinical Microbiology 1984; 20: 55-58

Începutul paginii